The discovery and development of clustered, regularly interspaced, short palindromic repeats and CRISPR-associated proteins (CRISPR-Cas) systems have revolutionized targeted genomic medicine. In my thesis, we discuss our efforts to improve and optimize various CRISPR-Cas systems for therapeutic genome editing applications. In part one, we propose that aberrant splice site disruption could be a simple and efficient strategy for treating some mutations associated with β-thalassemia. Specifically, we show that disruption of common mutant alleles in the HBB gene by Cas9 and Cas12a results in restoration of normal β-globin splicing, functional expression of HBB, and improved quality of erythroid maturation in edited β-thalassemia patient CD34+ hematopoietic stem and progenitor cells. In part two, we demonstrate that optimization of the nuclear localization signal (NLS) sequence framework is an effective method to improve the mutagenesis frequencies of Cas12a nuclease. In particular, the 3xNLS-NLP-cMyc-cMyc framework improves genome editing in mammalian and primary cells, relative to previous Cas12a NLS frameworks. We show that our NLS optimization approach can be applied to various Cas12a orthologs resulting in high editing activity without sacrificing the high intrinsic specificity of Cas12a nucleases. Furthermore, we demonstrate that NLS-optimized enAspCas12a can efficiently disrupt the ATF4-binding motif at the +55 enhancer of BCL11A, which may serve as an alternative therapeutic strategy for β-hemoglobinopathies. In part three, we develop and characterize fusion enhanced base editor (feBE) systems, which are fusions of base editors to our Cas9-programmable DNA binding domain (pDBD) and Cas9-Cas9 platforms. We report that our feBEs are more active than previously described base editor platforms at canonical and noncanonical PAMs. Furthermore, we show that feBEs can selectively edit a therapeutically relevant target site, CCR5, with minimal editing at a highly homologous off-target site. Taken together, my thesis research aimed to engineer CRISPR-Cas tools to improve their efficiency and specificity for therapeutic genome editing applications.

CRISPR-Cas ist ein adaptives Immunsystem, dass Bakterien und Archaeen vor eindringenden Nukleinsäuren schützt. Es besteht aus einem sogenannten CRISPR-Array, der als genetisches Gedächtnis vorangegangene Infektionen speichert und einem cas Lokus, welcher für die Abwehr essentielle Proteine codiert. Das CRISPR-assoziierte Protein 9 (Cas9) des Typ II CRISPR-Cas Systems aus Streptococcus pyogenes ist heutzutage das Mittel der Wahl für Gentherapie und Genom-Modifikationen. Allerdings gibt es nach wie vor Probleme mit der Ungenauigkeit dieses Systems, welche für eben genannte Ansätze behoben werden müssen. Aus diesem Grund ist es besonders wichtig zu verstehen, in welcher Weise die Spezifität von Cas9 beeinflusst wird. In dieser Arbeit wurden die Voraussetzungen für eine spezifische Erkennung der Zielsequenz durch drei verschiedene Cas9 Proteine des Typs II-A und ein Cas12a Protein des Typs V-A CRISPR-Cas Systems untersucht. Wir zeigen, dass Arginin Seitenketten der sogenannten „bridge“ Helix in Cas9 von S. pyogenes eine wichtige Rolle in der Bindung und Spaltung der DNS spielen. Diese Seitenketten können in zwei Gruppen unterteilt werden, welche die Spezifität von Cas9 entweder vergrößern oder verkleinern. Die Aminosäuren R63 und R66 reduzieren die Spezifität von Cas9 indem sie den sogenannten R-loop in Anwesenheit einer Fehlpaarung stabilisieren. Wir zeigen außerdem, dass Q768 eine erhöhte Toleranz von Cas9 zu Fehlpaarungen an Position 15 der Zielsequenz vermittelt und dass das Entfernen dieser Aminosäure die Spezifität von Cas9 im Bereich der Zielsequenz, die am weitesten von der PAM entfernt ist, erhöht. Eine Kombination der Mutationen der oben genannten Arginin und Glutamin Seitenketten führt zur Erhöhung der Gesamtspezifität von Cas9. Die Ergebnisse dieser Arbeit tragen zum Verständnis bei, wie Cas9 Fehlpaarungen innerhalb der Zielsequenz detektiert und können dabei helfen weitere Strategien für eine verbesserte Spezifität von Cas9 zu entwickeln. / CRISPR-Cas (CRISPR-associated) systems are adaptive immune systems that have evolved in bacteria and archaea for protection against invading nucleic acids. They consist of a CRISPR array, where the genetic memory of the infection is stored and ultimately transcribed and processed into CRISPR RNAs (crRNAs), and of an operon of cas genes that encodes the Cas proteins. This thesis is focused on class 2 CRISPR-Cas systems that employ single RNA-guided nucleases in the interference phase. Dual-RNA guided CRISPR-associated protein 9 (Cas9) of the type II CRISPR-Cas system has become the tool of choice for genome editing applications in life sciences. However, off-target cleavage by Cas9 is one major issue that needs to be addressed for applications of the CRISPR-Cas9 technology for therapeutic purposes. Therefore, understanding the features that govern Cas9 specificity is of great importance. In this thesis, seed sequence requirements of three Cas9 proteins from the class 2 type II-A and one Cas12a protein from the class 2 type V-A CRISPR-Cas system have been investigated. We analyze the influence of mismatches and show that they affect target binding and/or cleavage by S. pyogenes Cas9. Additionally, we demonstrate that the arginine residues from the bridge helix of S. pyogenes Cas9 are important for target DNA binding and cleavage. Furthermore, these residues comprise two groups that either increase or decrease Cas9 sensitivity to mismatches i.e. specificity. R63 and R66 reduce Cas9 specificity by stabilizing the R-loop in the presence of mismatches. We also show that Q768 mediates Cas9 tolerance to a mismatch at target position 15 and removal of Q768 increases Cas9 specificity in the PAM-distal part of the target. Combination of arginine mutations and Q768A increased overall the sensitivity to mismatches. The results of this thesis elucidate how Cas9 senses PAM-adjacent mismatches and provide a basis to develop strategies for Cas9 variants with enhanced specificity.

Tesis por compendio / [ES] La mejora genética vegetal tiene como objetivo la obtención de plantas con rasgos mejorados o características novedosas que podrían ayudar a superar los objetivos de sostenibilidad. Para este fin, la biotecnología vegetal necesita incorporar nuevas herramientas de ingeniería genética que combinen una mayor precisión con una mayor capacidad de mejora. Las herramientas de edición genética recientemente descubiertas basadas en la tecnología CRISPR/Cas9 han abierto el camino para modificar los genomas de las plantas con una precisión sin precedentes. Por otro lado, los nuevos enfoques de biología sintética basados en la modularidad y la estandarización de los elementos genéticos han permitido la construcción de dispositivos genéticos cada vez más complejos y refinados aplicados a la mejora genética vegetal. Con el objetivo final de expandir la caja de herramientas biotecnológicas para la mejora vegetal, esta tesis describe el desarrollo y la adaptación de dos nuevas herramientas: una nueva endonucleasa específica de sitio (SSN) y un interruptor genético modular para la regulación de la expresión transgénica. En una primera parte, esta tesis describe la adaptación de CRISPR/Cas12a para la expresión en plantas y compara la eficiencia de las variantes de Acidaminococcus (As) y Lachnospiraceae (Lb) Cas12a con Streptococcus pyogens Cas9 (SpCas9) descritos anteriormente en ocho loci de Nicotiana benthamiana usando expresión transitoria. LbCas12a mostró la actividad de mutagénesis promedio más alta en los loci analizados. Esta actividad también se confirmó en experimentos de transformación estable realizados en tres plantas modelo diferentes, a saber, N. benthamiana, Solanum lycopersicum y Arabidopsis thaliana. Para este último, los efectos mutagénicos colaterales fueron analizados en líneas segregantes sin la endonucleasa Cas12a, mediante secuenciación del genoma descartándose efectos indiscriminados. En conjunto, los resultados muestran que LbCas12a es una alternativa viable a SpCas9 para la edición genética en plantas. En una segunda parte, este trabajo describe un interruptor genético reversible destinado a controlar la expresión génica en plantas con mayor precisión que los sistemas inducibles tradicionales. Este interruptor, basado en el sistema de recombinación del fago PhiC31, fue construido como un dispositivo modular hecho de partes de ADN estándar y diseñado para controlar el estado transcripcional (encendido o apagado) de dos genes de interés mediante la inversión alternativa de un elemento regulador central de ADN. El estado del interruptor puede ser operado externa y reversiblemente por la acción de los actuadores de recombinación y su cinética, memoria y reversibilidad fueron ampliamente caracterizados en experimentos de transformación transitoria y estable en N. benthamiana. En conjunto, esta tesis muestra el diseño y la caracterización funcional de herramientas para la ingeniería del genómica y biología sintética de plantas que ahora ha sido completada con el sistema de edición genética CRISPR/Cas12a y un interruptor genético reversible y biestable basado en el sistema de recombinación del fago PhiC31. / [CA] La millora genètica vegetal té com a objectiu l'obtenció de plantes amb trets millorats o característiques noves que podrien ajudar a superar els objectius de sostenibilitat. Amb aquesta finalitat, la biotecnologia vegetal necessita incorporar noves eines d'enginyeria genètica que combinen una major precisió amb una major capacitat de millora. Les eines d'edició genètica recentment descobertes basades en la tecnologia CRISPR/Cas9 han obert el camí per modificar els genomes de les plantes amb una precisió sense precedents. D'altra banda, els nous enfocaments de biologia sintètica basats en la modularitat i l'estandardització dels elements genètics han permès la construcció de dispositius genètics cada vegada més complexos i sofisticats aplicats a la millora genètica vegetal. Amb l'objectiu final d'expandir la caixa d'eines biotecnològiques per a la millora vegetal, aquesta tesi descriu el desenvolupament i l'adaptació de dues noves eines: una nova endonucleasa específica de lloc (SSN) i un interruptor genètic modular per a la regulació de l'expressió transgènica . En una primera part, aquesta tesi descriu l'adaptació de CRISPR/Cas12a per a l'expressió en plantes i compara l'eficiència de les variants de Acidaminococcus (As) i Lachnospiraceae (Lb) Cas12a amb la ben establida Streptococcus pyogens Cas9 (SpCas9), en vuit loci de Nicotiana benthamiana usant expressió transitòria. LbCas12a va mostrar l'activitat de mutagènesi mitjana més alta en els loci analitzats. Aquesta activitat també es va confirmar en experiments de transformació estable realitzats en tres plantes model diferents, a saber, N. benthamiana, Solanum lycopersicum i Arabidopsis thaliana. Per a aquest últim, els efectes mutagènics col·laterals van ser analitzats en línies segregants sense l'endonucleasa Cas12a, mitjançant seqüenciació completa del genoma i descartant efectes indiscriminats. En conjunt, els resultats mostren que LbCas12a és una alternativa viable a SpCas9 per a l'edició genètica en plantes. En una segona part, aquest treball descriu un interruptor genètic reversible destinat a controlar l'expressió gènica en plantes amb major precisió que els sistemes induïbles tradicionals. Aquest interruptor, basat en el sistema de recombinació del bacteriòfag PhiC31, va ser construït com un dispositiu modular fet de parts d'ADN estàndard i dissenyat per controlar l'estat transcripcional (encès o apagat) de dos gens d'interès mitjançant la inversió alternativa d'un element regulador central d'ADN. L'estat de l'interruptor pot ser operat externa i reversiblement per acció dels actuadors de recombinació i la seva cinètica, memòria i reversibilitat van ser àmpliament caracteritzats en experiments de transformació transitòria i estable en N. benthamiana. En conjunt, aquesta tesi mostra el disseny i la caracterització funcional d'eines per a l'enginyeria del genòmica i biologia sintètica de plantes que ara ha sigut completat amb el sistema d'edició genètica CRISPR/Cas12a i un interruptor genètic biestable i reversible basat en el sistema de recombinació del bacteriòfag PhiC31. / [EN] Plant breeding aims to provide plants with improved traits or novel features that could help to overcome sustainability goals. To this end, plant biotechnology needs to incorporate new genetic engineering tools that combine increased precision with higher breeding power. The recently discovered genome editing tools based on CRISPR/Cas9 technology have opened the way to modify plant¿s genomes with unprecedented precision. On the other hand, new synthetic biology approaches based on modularity and standardization of genetic elements have enabled the construction of increasingly complex and refined genetic devices applied to plant breeding. With the ultimate goal of expanding the toolbox of plant breeding techniques, this thesis describes the development and adaptation to plant systems of two new breeding tools: a site-specific nuclease (SSNs), and a modular gene switch for the regulation of transgene expression. In a first part, this thesis describes the adoption of the SSN CRISPR/Cas12a for plant expression and compares the efficiency of Acidaminococcus (As) and Lachnospiraceae (Lb) Cas12a variants with the previously described Streptococcus pyogens Cas9 (SpCas9) in eight Nicotiana benthamiana loci using transient expression experiments. LbCas12a showed highest average mutagenesis activity in the loci assayed. This activity was also confirmed in stable genome editing experiments performed in three different model plants, namely N. benthamiana, Solanum lycopersicum and Arabidopsis thaliana. For the latter, off-target effects in Cas12a-free segregating lines were discarded at genomic level by deep sequencing. Collectively, the results show that LbCas12a is a viable alternative to SpCas9 for plant genome engineering. In a second part, this work describes the engineering of a new reversible genetic switch aimed at controlling gene expression in plants with higher precision than traditional inducible systems. This switch, based on the bacteriophage PhiC31 recombination system, was built as a modular device made of standard DNA parts and designed to control the transcriptional state (on or off) of two genes of interest by alternative inversion of a central DNA regulatory element. The state of the switch can be externally and reversibly operated by the action of the recombination actuators and its kinetics, memory, and reversibility were extensively characterized in N. benthamiana using both transient expression and stable transgenics. Altogether, this thesis shows the design and functional characterization of refined tools for genome engineering and synthetic biology in plants that now has been expanded with the CRISPR/Cas12a gene editing system and the phage PhiC31-based toggle switch. / Bernabé Orts, JM. (2019). Development and characterization of two new tools for plant genetic engineering: A CRISPR/Cas12a-based mutagenesis system and a PhiC31-based gene switch [Tesis doctoral]. Universitat Politècnica de València. https://doi.org/10.4995/Thesis/10251/133055 / Compendio