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Eukaryotic organisms require the ability to respond to their environments. They do so by utilizing signal transduction pathways that allow for signals to effect final biological responses. Many times, these final responses require new gene expression events that have been stimulated or repressed within the nucleus. Thus, much of the understanding of signal transduction pathways converges on the understanding of how signaling affects gene expression alterations (Kumar et al., 2004). The regulation of gene expression involves the modification of chromatin between condensed (closed, silent) and expanded (open, active) states. Histone modifications, such as acetylation, can determine the open versus closed status of chromatin. The PHD (Plant HomeoDomain) finger is a structural domain primarily found in nuclear proteins across eukaryotes. This domain specifically recognizes the epigenetic marks H3K4me2 and H3K4me3, which are di- and tri-methylated lysine 4 residues of Histone H3 (Loewith et al., 2000; Kuzmichev et al., 2002; Vieyra et al. 2002; Shiseki et al., 2003; Pedeux et al., 2005, Doyon et al., 2006). It is estimated that there are ~150 proteins that contain the PHD finger in humans (Solimon and Riabowol, 2007). The PHD finger is conserved in yeast and plants, however an analysis of this domain has only been performed done in Arabidopsis thaliana (Lee et al., 2009). The work presented in this report aims to extend the analysis of this domain in plants by identifying the PHD fingers of the crop species Oryza sativa (rice). In addition, a phylogenetic analysis of all PHD fingers in Arabidopsis and rice was undertaken. From these analyses, it was determined that there are 78 PHD fingers in Arabidopsis and 70 in rice. In addition, these domains can be categorized into classes and groups by defining features within the conserved motif. In a separate study, I investigated the function of two of the PHD finger proteins from Arabidopsis, ING1 (INhibitor of Growth1) and ING2. In humans, these proteins can be found in complexes associated with both open and closed chromatin. They facilitate chromatin remodeling by recruiting histone acetyltransferases and histone deacetylases to chromatin (Doyon et al., 2006, Pena et al., 2006). In addition, these proteins recognize H3K4me2/3 marks and are believed to be "interpreters" of the histone code (Pena et al., 2006, Shi et al., 2006). To understand the function of ING proteins in plants, I took a reverse genetics approach and characterized ing1 and ing2 mutants. My analysis revealed that these mutants are altered in time of flowering, as well as their response to nutrient and stress conditions. Lastly, I was able to show that ING2 protein interacts in vitro with SnRK1.1, a nutrient/stress sensor (Baena-Gonzalez et al., 2007). These results indicate a novel function for PHD proteins in plant growth, development and stress response. / Master of Science

The chromatin structure, consisting of DNA and histones, changes dynamically during the cell cycle and cell differentiation. DNA can only be transcribed and replicated when it is packaged loosely, whereas tight packaging allows for more efficient storage. Chromatin remodelling is therefore one of the tools of gene expression control. The chromatin remodelling factors recognise chromatin with varying specificity and have an effect on the interaction between DNA and the histones. One of these factors is the Smarca5 protein. This study investigates the role of Smarca5; its goal is to create a mouse model with the ability to trigger Smarca5 overproduction in specific tissues. This model will be used to study the effect of a high, unregulated dose of Smarca5 on the physiological function of the protein. Previous studies have shown that non-physiological expression of a chromatin-remodelling factor can lead to malignant transformation. Our model can help to understand this process. Another goal of this study is to investigate some phenotype aspects of the mouse model with conditional deletion of Smarca5 in T and B cells, in particular the effects of this deletion on progenitor cell differentiation. Our results show that Smarca5 has an important role in lymphocyte development, and we have observed that...

Les maladies à expansion de triplets nucléotidiques situés dans la région codante, telles que la maladie de Huntington, sont des maladies où les gènes en questions possèdent un nombre de répétitions trinucléotidiques anormalement élevé et inversement corrélé avec l'âge d‟apparition des symptômes. Plusieurs de ces maladies démontrent une anticipation paternelle, où un ajout de répétitions trinucléotidiques a lieu pendant la spermiogenèse, mais les étapes et les mécanismes impliqués sont encore mal compris. Or, la spermiogenèse est caractérisée par un remodelage drastique de la chromatine, où les histones sont ultimement remplacées par les protamines afin de compacter et protéger davantage le matériel génétique. Cette transition implique aussi un changement topologique majeur qui mène à une accumulation de superenroulement négatif qui est éliminé par la topoisomérase 2[beta]. Pour identifier les étapes précises où l'extension trinucléotidique a lieu, j'ai développé une stratégie de séparation des spermatides en utilisant la cytométrie en flux, ce qui m'a permis d'obtenir quatre populations, soit les spermatides aux étapes 1 à 9, 10 à 12, 13-14 et 15-16. J'ai appliqué cette stratégie sur un modèle de souris transgéniques pour la maladie de Huntington, ce qui a permis de démontrer par PCR que l'extension trinucléotidique des répétitions CAG a lieu à la fin du remodelage de la chromatine, soit à l'étape 14. Afin d‟élucider le mécanisme d‟extension trinucléotidique, j'ai utilisé une stratégie in vitro, basée sur l'incubation d‟extraits nucléaires actifs de spermatides avec un plasmide contenant des répétitions CAG. Cette stratégie a démontré que le superenroulement négatif libre, tel que retrouvé pendant le remodelage de la chromatine, est capable d'induire des structures secondaires dans les répétitions CAG, ce qui entraîne une cascade d‟événements menant à l'extension trinucléotidique. J'ai validé ce processus en inhibant aussi les topoisomérases de type 2 qui sont responsables d'éliminer le superenroulement. Finalement, j‟ai démontré que la protamination de l‟ADN, telle qu'observée dans les spermatides, accentue l'accumulation de stress torsionnel aux répétitions CAG, ce qui favorise leur extension. Mes travaux sur le stress torsionnel lors de la protamination suggèrent une nouvelle source potentielle d'instabilité trinucléotidique, nécessitant une caractérisation additionnelle. Cette source d'instabilité, qui est spécifique au mâle, jouerait un rôle majeur dans l'anticipation paternelle des maladies trinucléotiditiques. / Abstract : Trinucleotidic diseases, such as the Huntington disease, are genetic diseases characterized by abnormally long trinucleotidic repeats within a specific gene, which are inversely correlated with the age of onset of symptoms when within exons. Many trinucleotidic diseases display paternal anticipation, where trinucleotidic repeats are added during spermiogenesis, without any details on the mechanism or the steps involved. Interestingly, spermiogenesis is characterized by a drastic chromatin remodeling, where histones are ultimately replaced by protamines in order to achieve greater compaction and protection of DNA. This transition also involves major topological changes, where accumulation of negative supercoils are eliminated by the topoisomerase 2[beta]. In order to identify the specific steps where trinucleotidic extension occurs, I have developed a strategy to separate spermatids from mice, using flow cytrometry. This allowed me to purify four distinct spermatids population, consisting of steps 1-9, 10-12, 13-14 and 15-16 spermatids. The sorting strategy was used on a transgenic mouse model of the Huntington disease, which allowed me to determine, using PCR, that CAG extension occurs at the end of chromatin remodeling, more specifically at step 14. The mechanism of extension was investigated using an in vitro approach, based on the incubation of active nuclear extracts from spermatids with a plasmid containing CAG repeats. Using this strategy, I showed that free negative supercoils, as observed during chromatin remodeling, may lead to secondary structures, and more specifically hairpins in trinucleotidic repeats, which ultimately result in trinucleotidic extension. This hypothesis was validated by inhibiting enzymes such as type 2 topoisomerases, since they are responsible for negative supercoils removal. Moreover, I showed that DNA protamination, as observed in spermatids, may increase torsional stress at CAG repeats and leads to expansion. In conclusion, this work suggest that torsional stress induced by protamination of DNA could be a new potential source of trinucleotidic instability. Moreover, this male specific source of trinucleotidic instability could play a major role in paternal anticipation of trinucleotidic diseases.

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Eukaryotic genomes are packaged as chromatin, which restricts access to the DNA by critical processes such as DNA replication, repair, and transcription. As a result, eukaryotic cells rely on ATP-dependent chromatin remodeling enzymes (remodelers) to alter the position, structure, and composition of nucleosomes. Understanding the mechanism and regulation of remodeling requires detailed information about transient intermediates of the remodeling process--a challenge ideally suited for single-molecule approaches. In particular, we use single-molecule fluorescence resonance energy transfer (smFRET) to measure nanometer-scale distance changes between strategically placed donor and acceptor dyes to monitor nucleosome translocation in real-time. The mechanism(s) by which remodelers use the free energy of ATP hydrolysis to disrupt histone-DNA contacts and reposition nucleosomes are not well understood. Using smFRET, we show that remodeling by ISWI enzymes begins with a 7 base-pair (bp) step followed by subsequent 3 bp steps toward the exit-side of the nucleosome. These multi-bp steps are actually compound steps composed of 1 bp elementary steps. We discover that DNA movement on the entry side lags behind exit side translocation, which is contrary to previously proposed models. Based on our results, we propose a new integrated mechanism for nucleosome translocation by ISWI enzymes. In the physiological context, remodelers are highly regulated. We study the regulation of human ACF, a prototypical ISWI complex, by critical features of the nucleosomal substrate. First, we dissect how the nucleosome translocation cycle is affected by the linker DNA length and histone H4 tail. Next, we introduce mutations/deletions into conserved enzyme domains to determine the mechanism by which linker length information sensed by the Acfl accessory subunit is allosterically transmitted to the Snf2h catalytic subunit. Interestingly, we find that Acfl modulates the activity of Snf2h indirectly by interacting with the H4 tail in a linker-length dependent fashion. While the majority of our experiments focus on observing changes in nucleosome position, we also develop strategies for site-specific labeling of ISWI enzymes and demonstrate their use in the study of dynamic enzyme-substrate interactions and enzyme conformational changes.

Au sein du noyau, l'ADN est organise en chromatine dont l'unité de base est le nucléosome. La structure de la chromatine est très dynamique, ce qui est nécessaire pour la plupart des opérations qui se produisent dans l'ADN telles que la réplication, la transcription, la réparation et la recombinaison. Le nucléosome est constitué de deux dimères H2A/H2B et deux dimères H3/H4 associés avec 147 paires de bases d'ADN. La protéine Nap1 est un chaperon d'histone H2A/H2B impliquée dans l'assemblage et démontage des nucléosomes. Nap1 protège les interactions non spécifiques entre l'ADN chargé négativement et les dimères H2A/H2B chargés positivement, afin de permettre la formation de la structure ordonnée des nucléosomes. Lors de l'assemblage des nucléosomes, les dimères d'histones H3/H4 sont déposés en premier lieu, suivi par le dépôt de dimères H2A/H2B. Lors du démontage du nucléosome, les dimères H2A/H2B sont retirés avant le retrait des dimères H3/H4. La determination de la structure du complexe Nap1-H2A/H2B pourra permettre une meilleure compréhension du processus d'assemblage du nucléosome. Dans cette étude, nous voulons comprendre comment le chaperon Nap1 cible spécifiquement les dimères d'histones H2A/H2B pour l'assemblage des nucléosomes. Notre objectif est de caractériser la structure et la fonction du complexe de Nap1-H2A/H2B. Ainsi nous nous sommes tout d'abord intéresse à la stoechiometrie de ce complexe. Nous avons trouvé qu'un dimère de Nap1 s'associe à un dimère H2A/H2B (Nap1_2-H2A/H2B). D'autre part, l'analyse par spectrométrie de masse non-dénaturante a montré que ce complexe de base peut s'oligomériser et contenir jusqu'à 6 copies de Nap1_2-H2A/H2B. L'analyse de ce complexe par spectrométrie de masse non-dénaturant a montré que ce complexe peu oligomériser dans un grand complexe contenant jusqu'à 6 copies de Nap1_2-H2A/H2B. Nous avons également obtenu la première structure cristalline à basse résolution de ce complexe. L'analyse du même complexe par microscopie électronique à coloration négative a révélé la présence en solution du même oligomère que dans l'unité asymétrique du cristal, qui contient aussi 6 copies de Nap1_2-H2A/H2B. Ainsi, nous avons pu mettre en évidence de nouvelles interfaces d'interaction entre les différents composants de ce complexe qui nous permettent de mieux comprendre le processus d'assemblage des nucléosomes. Le remodelage de la chromatine permet l'expression des gènes eucaryotes. Ce remodelage nécessite des enzymes telles que des histone acétyltransférases (HAT) et les chaperons d'histones. Les HATs acétylent les chaînes latérales des lysines. Il a été proposé que les HATs et les histones chaperons agissent en synergie pour moduler la structure de la chromatine pendant la transcription. La HAT p300 a été proposé d'interagir avec l'histone chaperon Nap1. Nous avons entrepris de caractériser cette interaction. Malheureusement, nos expériences n'ont pas pu détecter d'interaction directe entre ces protéines.

La chromatine, dont l’unité de base est le nucléosome, est une structure nucléoprotéique dynamique qui nécessite un remodelage au cours des processus nucléaires utilisant l’ADN comme matrice tels que la réplication, la transcription ou la réparation des cassures et autres types de lésions à l’ADN. Plusieurs facteurs capables de moduler la structure de la chromatine ont été caractérisés. Ils regroupent les complexes de remodelage ATP-dépendants et les enzymes modifiant les histones de façon post-traductionnelle. Nous nous intéressons au laboratoire à la voie de méthylation de la lysine 20 située sur la queue aminoterminale de l’histone H4. Le premier niveau de méthylation est induit par la monométhyltransférase PR-Set7 tandis que la di et tri méthylation sont déposées par le couple d’enzymes SUV4-20H1/2. Pour mieux caractériser le rôle joué par PR-Set7 au cours du développement, j’ai étudié la fonction de l'orthologue de PR-Set7 chez la Drosophile (dPR-Set7). La première partie de ma thèse a consisté à caractériser le rôle de dPR-Set7 dans la transcription. De manière intéressante, nous avons montré que la régulation transcriptionnelle médiée par PR-Set7 nécessite son domaine SET enzymatique mais pas H4K20me, suggérant l'existence d’autres substrats non-histones. Nous avons mis en évidence une interaction fonctionnelle de PR-Set7 et ISWI qui est la sous unité catalytique des complexes de remodelage de la chromatine (CRC). Fait intéressant, ISWI contient un patch basique identique à la queue N-terminale de H4 suggérant qu’il pourrait être un substrat pour dPR-Set7. La deuxième partie de ma thèse a consisté à combiner l’effet des radiations à ceux induits par les inhibiteurs des méthyltransférases responsables de la méthylation H4K20 et les radiations dans les lignées de cellules cancéreuses du pancréas et de l’ovaire. Par l'utilisation de différents inhibiteurs ciblant soit PR-Set7 ou les enzymes SUV4-20H, j’ai voulu savoir si la baisse des niveaux de H4K20me pourrait contribuer à une meilleure efficacité des traitements aux rayons X. Nos résultats montrent que la diminution globale des marques H4K20me2/3 suite à l’inhibition des enzymes SUV4-20H n’impacte que faiblement sur la survie des cellules et la combinaison des deux traitements les rendraient plus radiosensibles. / Chromatin is a dynamic nucleoprotein structure that requires remodeling for all nuclear processes such as replication, transcription and DNA damage. Several factors have been characterized to modulate chromatin structure and include ATP-dependent remodeling complexes and histone-modifying enzymes. We are interested in the laboratory in the methylation pathway of lysine 20 on histone H4 tail. The first level of methylation is induced by the monomethyltransferase PR-Set7 and the di/tri methylation are deposited by the SUV4-20H enzymes. To better characterize the role of dPR-Set7 during development, I wanted to study the function of Drosophila PR-Set7 (dPR-Set7). The first part of my thesis aimed to unravel the role of dPR-Set7 in transcription. Interestingly, transcriptional regulation mediated by PR-Set7 requires its enzymatic SET domain but not H4K20me, suggesting the existence of other non-histone substrates. We demonstrated a functional interaction between PR-Set7 and ISWI, the catalytic subunit of chromatin remodeling complexes (CRC). Interestingly, ISWI contains a basic patch identical to the histone H4 tail suggesting that it could be a substrate for dPR-Set7. The second part of my thesis consisted in combining inhibitors of H4K20 methyltransferase and radiation in ovarian and pancreatic cancer cell lines. I wanted to know if the decrease of H4K20me levels by inhibiting either PR-Set7 or SUV4-20H enzymes, contribute to better X-ray treatments. Our results show that the overall decrease of H4K20me2/3 marks following the inhibition of SUV4-20H enzymes has a low impact on cell survival and the combining effects of both treatments sensitize cancer cells.