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Das Polysaccharid-Glykogen ist aus vielen Bakterien wie auch Eukaryoten bekannt. Es enthält ausschließlich über α1-4 Bindungen verknüpfte Glucoseeinheiten, die über α1-6-Bindungen verzweigt sind. Generell ist es als ein Speichermolekül anzusehen, das sowohl Kohlenstoff- als auch Energiequelle unter Stressbedingungen darstellt. Es ermöglicht die Aufrechterhaltung der Integrität der Zelle und die Erhaltung der notwendigen Stoffwechselvorgänge und führt zum Schutz einiger Zellbestandteile. In Bakterien ist die Regulation der Glykogen-Biosynthese durch die Kontrolle der Expression der Gene glg möglich. Der erste Schritt der Synthese ist die Bildung von ADP-Glucose aus Glucose-1-Phosphat durch ADP-Glucose-Pyrophosphorylase (ADP-Glc-PPase; ATP: α-d-glucose-1-Phosphat adenylyltransferase, EC 2.7.7.27), kodiert vom Gen glgC, gefolgt von den Reaktionen der Glykogen-Synthase (EC 2.4.1.21) und des Verzweigungsenzyms (EC 2.4.1.18), von dem die Genen glgA und glgB Genen kodiert sind. Der entscheidende Regulierungsschritt der Glykogen-Biosynthese in prokaryotischen Organismen, ist die durch ADP-Glc-PPase katalysierte Reaktion, die zur Bildung von ADP-Glukose und Pyrophosphat aus ATP und D-Glucose-1-Phosphat führt. Eine vergleichende Analyse des Glykogen-Biosynthese-Genclusters in Gram-negativen und Gram-positiven Bakterien zeigte, dass einige Gram-positive Spezies aus der Gattung Bacillus und Clostridium und den Milchsäurebakterien zwei Gene (glgC und glgD) besitzen. Sie kodieren für Proteine, die der ADP-Glc PPase ähnlich sind. Es wurde dokumentiert, dass GlgC und GlgD die Untereinheiten eines α2β2-Typ heterotetrameren Struktur bilden. Allerdings ist die Rolle von glgD bei Gram-positiven Bakterien noch unklar. Nur eine regulatorische Rolle des glgD in Bacillus stearothermophilus, ohne erkennbare enzymatische Aktivität des Protein-Produkts von GlgD ist bisher bekannt. In Bacillus subtilis und Streptomyces coelicolor hängt die Glykogen-Synthese mit der Sporulation und der Versorgung mit notwendigen Ressourcen zur Differenzierung zusammen. Die enzymatischen Aktivitäten der Glg Proteine, vor allem die Funktion von GlgD, welches Ähnlichkeiten in der Aminosäurensequenz mit GlgC zeigt, sind nicht charakterisiert. Demzufolge war der Schwerpunkt dieser Arbeit auf die Untersuchung der Funktion des glgC-homologen glgD Gens in einigen Michsäurebakterien (lactic acid bacteria, LAB) gerichtet. LAB sind eine Gruppe von fakultativ anaeroben, nicht pathogenen, nicht sporenbildenden grampositiven Bakterien mit wichtigen Funktionen für die menschliche Gesundheit und die Lebensmittelindustrie. Die vorliegende Arbeit ist auf die detaillierte funktionelle Analyse der beiden Gene glgC und glgD konzentriert, welche in den glgCDAP-B bzw. glgBCDAP Operons von Lactococcus lactis subsp. cremoris MG1363 und Lactobacillus plantarum WCFS1 liegen. Insbesondere war die Untersuchung der Funktion des glgC-homologen glgD Gens in LAB von Interesse für das Verständnis der Funktion des Speicher-Polysaccharids in dieser Organismengruppe. Mehr Informationen über die Funktion von glgD könnten dazu beitragen, den Mechanismus der Synthese und / oder Regulierung von Glykogen in dieser Bakteriengruppe zu verstehen und möglicherweise intrazelluläre Polysaccharidbildung (IPS) mit probiotischen Eigenschaften bestimmter Arten von LAB zu verknüpfen. Versuche zur funktionellen Charakterisierung dieser Gene schlossen derer Expression in verschiedenen E. coli Stämmen ein, dies gelang für alle Zielproteine in Form von unlöslichen Inclusion-bodies. Es wurden verschiedene Versuche unternommen, um die Bildung von Inclusion-bodies zu verhindern und eine größere Menge an löslichem Protein zu erhalten. Verschiedene Ansätze, wie Expression bei niedrigen Temperaturen, Wachstum unter Stress und Co-Expression mit verschiedenen Chaperonen sowie die Rückfaltung des Proteins aus Inclusion-bodies, waren nicht erfolgreich. Es war jedoch möglich, mittels einer Fusionsexpressionsuntersuchung der Gene glgC und glgD von Lb. plantarum WCFS1zu zeigen, dass es unter speziellen Wachstumsbedingungen eine Zunahme der Löslichkeit der Proteinfraktion um bis zu 50% im Vergleich zu den Standard-Zustand gab. Experimentell wurde nachgewiesen, dass die Proteine GlgC und GlgD stark miteinander interagieren. Beide Proteine scheinen Untereinheiten zu sein, die das voll aktive Enzym bilden. Das führt zum Modell bei dem α-und β-Untereinheiten eine heterotetrameren Struktur bilden, wie es schon zuvor im Gram-positiven Bakterium Bacillus stearothermophilus beschrieben worden ist. In dieser Studie konnte erstmals gezeigt werden, dass die GlgC und GlgD Proteine von Milchsäurebakterien miteinander interagieren. Außerdem wurde in dieser Studie auch eine niedrige, ATP-abhängige enzymatische Aktivität der GlgD Protein in Abwesenheit von GlgC beobachtet. Die Fähigkeit des GlgD Proteins ADP-Glc zu produzieren deutet auf eine mögliche auch katalytische und regulatorische Funktion des Proteins hin. Die ADP-Glc-PPase Aktivität wird offenbar in bestimmten LAB durch einen Protein-Komplex gebildet, der durch die Gene glgC und glgD kodiert wird. Diese Gene sind in folgenden LAB-Stämmen konserviert: Lactococcus lactis subsp. cremoris MG1363 und Lactobacillus plantarum WCFS1. Darüber hinaus weisen erfolglose Versuche zur von glgD getrennten Expression von glgC auf die Wichtigkeit von GlgD für die stabile und lösliche Expression von GlgC hin, der genaue Grund dafür ist unbekannt. Weitere Untersuchungen sind notwendig, um die vielen regulatorischen Aspekte des Glykogen Metabolismus in LAB sowohl auf Transkriptions- wie auch auf Translationsebene zu verstehen. Es könnte auch möglich sein, dass diese beiden Gene essentiell für das Wachstum dieser Arten sind, da sie trotz verschiedener Versuche mit verschiedenen Vektoren nicht deletiert werden konnten. Eine weitere wichtige Beobachtung dieser Studie wies darauf hin, dass UTP als Substrat für das gereinigte GlgD ist, ein Anzeichen für eine alternative Reaktion zur Produktion von UDP-Glucose. Dies könnte ein Hinweis für einen alternativen Weg der Glykogen-Biosynthese sein. Die Beobachtung, dass die glgC- und glgD-Gene offenbar essentiell sind und dass es möglicherweise einen alternativen Weg für die Glykogen-Biosynthese gibt, deutet darauf hin, dass Glykogen eine wichtige Rolle für das Überleben dieser LAB-Stämme spielt.

Cyanobakterien sind meist photoautotroph lebende Prokaryoten, welche nahezu alle Biotope der Welt besiedeln. Sie gehören zu den wichtigsten Produzenten der weltweiten Nahrungskette. Um sich auf den täglichen Wechsel von Tag und Nacht einzustellen, besitzen Cyanobakterien eine innere Uhr, bestehend aus den Proteinen KaiA, KaiB und KaiC, deren biochemische Interaktionen zu einem 24-stündigen Rhythmus von Phosphorylierung und Dephosphorylierung führen. Die circadiane Genexpression im Modellorganismus Synechocystis sp. PCC 6803 habe ich mittels drei verschiedener Zeitserienexperimente untersucht, wobei ich einen genauen Zeitplan der Genaktivierung in einer Tag-Nacht-Umgebung, aber keine selbsterhaltenden Rhythmen entdecken konnte. Allerdings beobachtete ich einen überaus starken Anstieg der ribosomalen RNA in der Dunkelheit. Aufgrund ihrer hohen Wachstumsraten und der geringen Anforderungen an die Umwelt bilden Cyanobakterien eine gute Grundlage für die nachhaltige Erzeugung von Biokraftstoffen, für einen industriellen Einsatz sind aber weitere Optimierung und ein verbessertes Verständnis des Metabolismus von Nöten. Hierfür habe ich die Orthologie von verschiedenen Cyanobakterien sowie die Konservierung von Genen und Stoffwechselwegen untersucht. Mit einer neu entwickelten Methode konnte ich gemeinsam vorkommende Gene identifizieren und zeigen, dass diese Gene häufig an einem gemeinsamen biologischen Prozess beteiligt sind, und damit bisher unbekannte Beziehungen aufdecken. Zusätzlich zu den diskutierten Modulen habe ich den SimilarityViewer entwickelt, ein grafisches Computerprogramm für die Identifizierung von gemeinsam vorkommenden Partnern für jedes beliebige Gen. Des Weiteren habe ich für alle Organismen automatische Rekonstruktionen des Stoffwechsels erstellt und konnte zeigen, dass diese die Synthese von gewünschten Stoffen gut vorhersagen, was hilfreich für zukünftige Forschung am Metabolismus von Cyanobakterien sein wird. / Cyanobacteria are photoautotrophic prokaryotes populating virtually all habitats on the surface of the earth. They are one of the prime producers for the global food chain. To cope with the daily alternation of light and darkness, cyanobacteria harbor a circadian clock consisting of the three proteins KaiA, KaiB, and KaiC, whose biochemical interactions result in a phosphorylation cycle with a period of approximately 24 hours. I conducted three time-series experiments in the model organism Synechocystis sp. PCC 6803, which revealed a tight diurnal schedule of gene activation. However, I could not identify any self-sustained oscillations. On the contrary, I observed strong diurnal accumulation of ribosomal RNAs during dark periods, which challenges common assumptions on the amount of ribosomal RNAs. Due to their high growth rates and low demand on their environment, cyanobacteria emerged as a viable option for sustainable production of biofuels. For an industrialized production, however, optimization of growth and comprehensive knowledge of the cyanobacterial metabolism is inevitable. To address this issue, I analyzed the orthology of multiple cyanobacteria and studied the conservation of genes and metabolic pathways. Systematic analysis of genes shared by similar subsets of organisms indicates high rates of functional relationship in such co-occurring genes. I designed a novel approach to identify modules of co-occurring genes, which exhibit a high degree of functional coherence and reveal unknown functional relationships between genes. Complementing the precomputed modules, I developed the SimilarityViewer, a graphical toolbox that facilitates further analysis of co-occurrence with respect to specific cyanobacterial genes of interest. Simulations of automatically generated metabolic reconstructions revealed the biosynthetic capacities of individual cyanobacterial strains, which will assist future research addressing metabolic engineering of cyanobacteria.

Die Modifikation von Genen ist in den molekularen Biowissenschaften ein fundamentales Werkzeug, um die Funktion von Genen zu studieren (Reverse Genetik). Diese Arbeit hat erfolgreich Zinkfinger- und CRISPR/Cas9-Nukleasen für die Verwendung in C. reinhardtii etabliert, um Gene im Kerngenom gezielt auszuschalten und präzise zu verändern. Basierend auf vorausgegangener Arbeit mit Zinkfingernukleasen (ZFN) konnte die Transformationseffizienz um das 300-fache verbessert werden, was die Inaktivierung von Genen auch in motilen Wildtyp-Zellen ermöglichte. Damit war es möglich, die Gene für das Kanalrhodopsin-1 (ChR1), Kanalrhodopsin-2 (ChR2) und das Chlamyopsin-1/2-Gen (COP1/2) einzeln und gemeinsam auszuschalten. Eine Analyse der Phototaxis in diesen Stämmen ergab, dass die Phototaxis durch Inaktivierung von ChR1 stärker beeinträchtigt ist als durch Inaktivierung von ChR2. Um das CRISPR/Cas9-System zu verwenden, wurden die Transformationsbedingungen so angepasst und optimiert, dass der Cas9-gRNA-Komplex als in vitro hergestelltes Ribonukleoprotein in die Zellen transformiert wurde. Um die Bedingungen für präzise Genmodifikationen zu messen und zu verbessern, wurde das SNRK2.2-Gen als Reportergen für eine „Blau-Grün Test“ etabliert. Kleine Insertionen von bis zu 30 bp konnten mit kurzen Oligonukleotiden eingefügt werden, während größere Reportergene (mVenus, SNAP-Tag) mithilfe eines Donor-Plasmids generiert wurden. In dieser Arbeit konnten mehr als 20 nicht-selektierbare Gene – darunter 10 der 15 potenziellen Photorezeptorgene – mit einer durchschnittlichen Mutationsrate von 12,1 % inaktiviert werden. Insgesamt zeigt diese Arbeit in umfassender Weise, wie Gen-Inaktivierungen und Modifikationen mithilfe von ZFNs und des CRISPR/Cas9-Systems in der Grünalge C. reinhardtii durchgeführt werden können. Außerdem bietet die Sammlung der zehn Photorezeptor-Knockouts eine aussichtsreiche Grundlage, um die Vielfalt der Photorezeptoren in C. reinhardtii zu erforschen. / Gene editing is a fundamental tool in molecular biosciences in order to study the function of genes (reverse genetics). This study established zinc-finger and CRISPR/Cas9 nucleases for gene editing to target and inactivate the photoreceptor genes in C. reinhardtii. In continuation of previous work with designer zinc-finger nucleases (ZFN), the transformation efficiency could be improved 300-fold, which enabled the inactivation of genes in motile wild type cells. This made it possible to disrupt the Channelrhodopsin-1 (ChR1), Channelrhodopsin-2 (ChR2) and Chlamyopsin-1/2 (COP1/2) genes individually and in parallel. Phototaxis experiments in these strains revealed that the inactivation of ChR1 had a greater effect on phototaxis than the inactivation of ChR2. To apply the CRISPR/Cas9 system, the transformation conditions were adapted and optimized so that the Cas9-gRNA complex was successfully electroporated into the cells as an in vitro synthesized ribonucleoprotein. This approach enabled gene inactivations with CRISPR/Cas9 in C. reinhardtii. In order to measure and improve the conditions for precise gene modifications, the SNRK2.2 gene was established as a reporter gene for a ‘Blue-Green test’. Small insertions of up to 30 bp were inserted using short oligonucleotides, while larger reporter genes (mVenus, SNAP-tag) were integrated using donor plasmids. Throughout this study, more than 20 non-selectable genes were disrupted, including 10 of the photoreceptor genes, with an average mutation rate of 12,1 %. Overall, this work shows in a comprehensive way how gene inactivations and modifications can be performed in green alga C. reinhardtii using ZFNs or CRISPR/Cas9. In addition, the collection of the ten photoreceptor knockouts provides a promising source to investigate the diversity of photoreceptor genes in C. reinhardtii.