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Optogenetics is a technique to control and monitor cell activity with light by expression of specific microbial rhodopsins. Cation channelrhodopsins (CCRs) and anion channelrhodopsins (ACRs) have been demonstrated to activate and silence cell activity, respectively. In this dissertation, the molecular mechanisms of two channelrhodopsins are studied: a CCR from Chlamydomonas augustae (CaChR1) and an ACR from Guillardia theta (GtACR1). The recently discovered GtACR1 is especially interesting, as it achieves neural silencing with 1/1000th of the light intensity compared to previous microbial rhodopsin silencing ion pumps. Static and time-resolved resonance Raman, FTIR difference, and UV-visible spectroscopies were utilized in addition to various biochemical and genetic techniques to explore the molecular mechanisms of these channelrhodopsins. In CaChR1, Glu169 and Asp299 residues are located nearby the Schiff base (SB) similar to the homologous residues Asp85 and Asp212, which exist in an ionized state in unphotolyzed bacteriorhodopsin (BR) and play a key role in proton pumping. We observe significant changes in the protonation states of the SB, Glu169, and Asp299 of CaChR1 leading up to the open-channel P2 state, where all three groups exist in a charge neutral state. This unusual charge neutrality along with the position of these groups in the CaChR1 ion channel suggests that charge neutrality plays an important role in cation gating and selectivity in these low efficiency CCRs. Significant differences exist in the photocycle and protonation/hydrogen bonding states of key residues in GtACR1 compared to BR and CaChR1. Resonance Raman studies reveal that in the unphotolyzed state of GtACR1, residues Glu68, Ser97 (BR Asp85 homolog), and Asp234 (BR Asp212 homolog) located near the SB exist in charge neutral states. Furthermore, upon K formation, these residues do not change their protonation states. At room temperature, a slow decay of the red-shifted K intermediate is observed, which exists in equilibrium with the L intermediate. At 80 K, a lower thermal barrier for K → L transition is observed compared to BR and CaChR1. This effect may be due to substitution of a Met residue at position 105 for the highly conserved Leu or Ile residue.

In this work, the evolutionary biophysics approach is applied to the two of the largest protein superfamilies present in human genomes, namely P-loop fold nucleoside triphosphatases (P-loop NTPases) and G-protein coupled receptors (GPCRs). This approach combines comparative analysis of protein structures and sequences with molecular modeling techniques in order to reveal not only the conservation of particular residues among proteins within each superfamily but also their role in the fundamental mechanisms underlying common functions. The study of the hydrolysis activation mechanism in P-loop NTPases started with the molecular dynamics simulations of Mg-NTP complexes (Mg-ATP and Mg-GTP) in the presence of K+, NH4+, and Na+ ions. These simulations showed that in the presence of large cations (K+ and NH4+), the conformation of the phosphate chain of ATP and GTP is extended, with large distances between alpha- and gamma-phosphates. This conformation is similar to the shape of ATP and GTP molecules (or their analogs) in the crystal structures of various P-loop NTPases. To clarify the role of monovalent cations in P-loop NTPases, MD simulations were conducted for two cation-dependent GTPases: tRNA modification GTPase MnmE and translation factor EF-Tu. MD simulations of Mg-GTP/EF-Tu complex bound to the tRNA and ribosome fragment in the presence of K+ ions have shown consistent binding of a potassium ion from the solution between alpha- and gamma-phosphates (AG site), similar to the cation binding in MnmE and other cation-dependent P-loop GTPases. In both proteins, binding of K+ ion in the AG site led to the rotation of gamma-phosphate, making this group more eclipsed with alpha-phosphate. The new rotated position of gamma-phosphate was stabilized by a novel H-bond with the backbone nitrogen of the K-3 residue (relative to the ubiquitously conserved Lys) of the P-loop motif. The activation mechanism observed in MD simulations of MnmE and EF-Tu could be envisioned as basic for P-loop NTPases, as these cation-dependent proteins are among the most ancient members of the P-loop superfamily. This mechanism was used as a basis for extensive comparative analysis of representative proteins from all major classes of P-loop NTPases. Based on the established conservation and presence of the key features in active sites of P-loop NTPases, the chain of events where rotation of gamma-phosphate triggers the nucleophilic attack and gamma-phosphate cleavage has been proposed as the basic universal activation mechanism of NTP hydrolysis in P-loop NTPases. The second part of this work explores the activation of GPCRs as sodium-translocating receptors. Crystal structures of the novel Na-pumping microbial rhodopsin along with the recent avalanche of GPCR structures provided the basis for comparative structure analysis, focused on investigating the similarities in the Na-binding sites of the two superfamilies. Structure superposition of GPCRs and microbial rhodopsins (MRs) based on comparison of their Na-binding sites was used to produce structure-guided sequence alignments of the two superfamilies. The only residue universally conserved between the two superfamilies was Trp in the helix 6/F (Trp6.48 in GPCRs). In both families, the signaling mechanism directly involves this residue, which is likely to be an ancient feature inherited from the common ancestor of MRs and GPCRs – the Na-pumping light-activated rhodopsin. The similarity of GPCRs with light-activated sodium pumps endorses the suggestion that GPCRs may also function as Na+ ion translocators. A model of GPCR activation accompanied by translocation of Na+ was constructed to demonstrate how this mechanism can explain the voltage sensitivity of certain Class A GPCRs. Two modes of activation were modeled – one where Na+ ion is transported into the cytoplasm and the one where Na+ ion is expelled to the intracellular space. The two modes quantitatively describe the behavior of voltage-activated and voltage-suppressed GPCRs, respectively. Finally, further structure scrutiny and rotamer analysis provided a plausible pathway of Na+ transmembrane translocation through the helical bundle of GPCRs.

Mikrobielle Rhodopsine sind lichtsensitive Membranproteine und agieren als Sensoren, Biokatalysatoren oder Ionentransporter. Die Ionentransporter unterteilen sich in lichtgetriebene Ionenpumpen und in lichtaktivierte Kanalrhodopsine. Besonders die Protonenpumpe Bakteriorhodopsin steht schon lange im Fokus biophysikalischer Untersuchungen. Obwohl die Protonenpumpen seit über 40 Jahren intensiv untersucht werden, ist das Wissen über deren elektrophysiologische Eigenschaften noch immer gering. Aus diesem Grund widmete sich diese Arbeit der elektrophysiologischen Charakterisierung der mikrobiellen Rhodopsine mit dem Fokus auf Protonenpumpen. Hierfür wurden vor allem „Two-Electrode Voltage Clamp“ -Messungen (TEVC) an Oozyten des afrikanischen Krallenfrosches Xenopus leavis durchgeführt. Die Untersuchung verschiedener Protonenpumpen hat gezeigt, dass diese eine unerwartet große Diversität in ihren elektrophysiologischen Eigenschaften aufweisen. Von besonderem Interesse war die Beobachtung, dass einige Protonenpumpen neben Pumpströmen auch passive einwärts gerichtete Photoströme zeigten. Besonders deutlich war der „Pump-Kanal-Dualismus“ bei dem Gloeobacter-Rhodopsin ausgeprägt. Andere Protonenpumpen, wie das Bakteriorhodopsin oder Coccomyxa-Rhodopsin, zeigten keine einwärts gerichteten Photoströme. Das Coccomyxa-Rhodopsin wurde aufgrund seiner hohen Photostrom-Amplituden in Oozyten für eine Mutationsanalyse ausgewählt. Diese Mutationsanalyse verhalf die strukturellen Ursachen für die funktionalen Unterschiede zu identifizieren, welche sowohl zwischen den Protonenpumpen untereinander als auch gegenüber Kanalrhodopsinen beobachtet wurden. Mutationen im Gegenion-Komplex führen zu rein passiven oder inaktiven Transportern. Dagegen übernimmt der extrazelluläre Halbkanal in Protonenpumpe die Aufgabe einen passiven Protonen-Rückfluss während des Pumpzyklus zu verhindern, denn Mutationen in dieser Region verursachen passive Photoströme zusätzlich zum aktiven Pumpstrom. / Microbial rhodopsins are light-sensitive membrane proteins and operate as sensors, enzymes or ion-transporters. The ion transporters are subdivided into light-driven ion pumps and light-gated channels. Biophysical research has put focus on the proton pump bacteriorhodopsin for long time. Despite the fact that light-driven proton pumps are investigated for over 40 years, the knowledge about their electrophysiological properties is surprisingly low. For this reason, this thesis is devoted to the electrophysiological characterization of microbial rhodopsins with special focus on light-driven proton pumps. For this purpose, “Two-Electrode Voltage Clamp”-recordings (TEVC) were primarily performed using oocytes from African clawed frog Xenopus leavis. The investigation of diverse proton pumps has shown that the differences in their electrophysiological behaviors are unexpectedly high. Special interest was laid on proton pumps which show passive inward directed photocurrents when the electrochemical load exceeds a certain level. The dualism of pump and channel activity was particularly pronounced in the proton pump Gloeobacter-rhodopsin. Other proton pumps, for instance bacteriorhodopsin or Coccomyxa-rhodopsin, do not show inward directed photocurrents. Due to high photocurrent amplitudes, the Coccomyxa-rhodopsin was selected for an efficient mutagenesis study. This study allowed the identification of structural key determinants for the differences among proton pumps themselves and for the differences of proton pumps in comparison with light-gated ion channels (channelrhodopsins). Therefore, mutations of the counter-ion-complex cause inactive or purely passive transporters. The extracellular half-channel is the key element in proton pumps which prevents passive proton-backflow during the pump-cycle. Mutations in this region lead to passive leak-currents in overlap with the remaining pump-activity.

QuasArs, eine neue Klasse von fluoreszierenden Membranspannungssensoren basierend auf Archaerhodopsin-3, wurde von Hochbaum et al. im Jahr 2014 beschrieben. Die neuen Konstrukte zeigen eine für mikrobielle Rhodopsine außergewöhnlich hohe Fluoreszenzquantenausbeute. Außerdem ist die Fluoreszenz spannungsabhängig, was für Membranspannungssensoren eine wünschenswerte Eigenschaft ist. Diese Sensoren bieten ein hohes räumliches und zeitliches Auflösungsvermögen, wodurch neuronale Aktivität verfolgt werden könnte. Obwohl mehrere Varianten vorgeschlagen wurden ist ihre Fluoreszenzquantenausbeute immer noch zu gering (<1%) für Anwendungen in lebenden Nagetieren und erfordert weitere Verbesserungen für bildgebende Anwendungen. Das rationale Design der Rhodopsin-basierten Fluoreszenzsensoren der nächsten Generation ist jedoch nur eingeschränkt möglich, da die derzeit verwendeten QuasArs mittels zufälliger Mutagenese gefunden wurden. Um verbesserte Konstrukte zu entwickeln, ist es wichtig die Funktionalität der spannungssensitiven Fluoreszenz und die Rolle der eingeführten Mutationen zu verstehen. In dieser Arbeit wurden die mikrobiellen Rhodopsin-basierten Spannungssensoren und der Ursprung ihrer spannungsmodulierten Fluoreszenz untersucht. Die Photodynamik dieser Spannungssensoren wurde mit UV/Vis-Steady-State und -transienter Spektroskopie untersucht. Die Archaerhodopsin-3 Varianten durchlaufen einen ungewöhnlichen Photozyklus mit verlängerter Lebensdauer des angeregten Zustands und ineffizienter Photoisomerisierung. Präresonanz-Raman-Spektroskopie und Hochdruckflüssigkeitschromatographie ermöglichten die direkte Untersuchung des Chromophors in diesen besonderen Rhodopsinen. Molekulardynamiksimulationen, unterstützt durch spektroskopische Studien, liefern ein Modell der Proteindynamik unter Einfluss der Membranspannung. Protein-Engineering ermöglichte die Identifizierung der Aminosäuren, die für die Erhöhung der Fluoreszenzquantenausbeute benötigt werden, und der Schlüsselreste, die an der Spannungsmessung beteiligt sind. Aussichtsreiche Konstrukte mit verbesserten Eigenschaften wurden vorgeschlagen und getestet. / Novel class of fluorescent membrane voltage sensors QuasArs, based on Archaerhodopsin-3, have been reported by Hochbaum et al. in 2014. The new constructs show unusually high fluorescence quantum yield for microbial rhodopsins. Furthermore the fluorescence is voltage-dependent, which is a desirable property for membrane voltage sensors. These tools would offer high spatiotemporal resolution allowing to track neuronal spiking. Although multiple constructs have been proposed, their fluorescence quantum yield is still too low (<1%) for applications in living rodents and requires further improvement for imaging applications. However, rational design of the next generation rhodopsin-based fluorescent sensors is restrained since the current constructs were found using random mutagenesis. To develop improved constructs it is essential to understand the functionality of the voltage-sensitive fluorescence and the role of the introduced mutations. In this thesis, the microbial rhodopsin based voltage sensors and the origin of their voltage-modulated fluorescence were studied. The photodynamics of microbial rhodopsin-based voltage sensors were studied with UV/Vis steady state and transient spectroscopy. The archaerhodopsin-3 variants undergo an unusual photocycle with extended excited state lifetime and inefficient photoisomerization. Pre-resonance Raman spectroscopy and high-pressure liquid chromatography allowed to directly study the chromophore composition in these peculiar rhodopsins. Molecular dynamics simulations, supported by spectroscopic studies, provide a model of protein dynamics taking place under different membrane voltage conditions. Protein engineering allowed to identify the residues needed for the increase of the fluorescence quantum yield and key residues involved in the voltage sensing. Promising constructs, with improved properties, were proposed and tested.

Seit mehr als 10 Jahren kann biologische Aktivität durch eine Vielzahl photosensorischer Proteine beeinflusst werden. In diesem als Optogenetik bezeichneten Forschungsgebiet, werden Kationen leitende Kanalrhodopsine (CCRs) als lichtinduzierte neuronale Aktivatoren eingesetzt. Diese Arbeit soll zur Vervollständigung von optogenetischen Werkzeugen durch die Entwicklung Anionen leitender Kanalrhodopsine (ACRs) dienen, um die bestehenden Nachteile mikrobieller lichtgetriebener Ionenpumpen zu überwinden, die bislang zur neuronale Inhibition genutzt wurden. Der Austausch von E90 in C. reinhardtii Kanalrhodopsin 2 (CrChR2) durch positiv geladene Aminosäuren führte zu Entwicklung Chlorid leitender ChRs (ChloCs), die jedoch eine Restkationen-permeabilität aufwiesen. Durch Substitution zweier weiterer negativen Ladungen innerhalb des Ionenpermeationsweges, konnte die Kationenleitung vollständig aufgehoben werden. Parallel wurde durch A. Berndt et al. ein inhibitorisches C1C2 (iC1C2), basierend auf der CrChR1/2 Chimäre entwickelt. Wie auch bei den ChloCs, zeigte iC1C2 verbesserungswürdige biophysikalische Eigenschaften. Mutagenesestudien des Ionenpermeationsweges führten zur Entwicklung der verbesserten Nachfolgervariante iC++. Um ausgehend von weiteren CCRs neuartige ACRs zu entwickeln (eACRs), wurden die zuvor angewandten Mutagenesestrategien auf weitere CCRs übertragen. Zwei neue eACRs, Phobos und Aurora, mit jeweils blau- und rotverschobenen Aktionsspektrum konnten generiert werden. Bistabile eACRs wurden erzeugt, die ein lichtgesteuertes Schalten zwischen offenen und geschlossenen Zuständen ermöglichen. Schlussendlich wurde ein natürlich vorkommendes ACR (nACR) aus Proteomonas sulcata (PsACR1) identifiziert und charakterisiert. Die Maximalaktivität von PsACR1 zählt mit 540 nm zu den am stärksten rotverschobenen unter den nACRs. Elektrophysiologische und spektroskopische Untersuchungen ergaben, dass sich der Photozyklus von PsACR1 signifikant von jenen der CCRs unterscheidet. / For more than 10 years, photosensory proteins have developed as powerful tools to manipulate biological activity. In this research field termed optogenetics, cation-conducting channelrhodopsins (CCRs) mainly are utilized as light-induced neural activators. This study aimed at a complementation of the optogenetic tool box by engineering anion-conducting channelrhodopsins (ACRs) to overcome the existing drawbacks of microbial light-driven ion pumps utilized for neural inhibition so far. Replacement of E90 in the cation-conducting C. reinhardtii channelrhodopsin 2 (CrChR2) with positively charged residues reversed the ion selectivity and yielded chloride-conducting ChRs (ChloCs). Applied in neuronal cell culture, ChloCs showed residual cation permeability occasionally leading to excitation instead of the desired inhibition. Further charge elimination within the ion permeation pathway completely abolished cation conduction. In parallel, an inhibitory C1C2 (iC1C2) was developed by A. Berndt et al. based on a CrChR1/2 chimera. Though, iC1C2 displayed unsatisfactory biophysical properties as well. Further mutational modifications of the ion permeation pathway led to the development of the improved successor variant iC++. A systematic transfer of both conversion strategies to other CCRs was conducted to create engineered ACRs (eACRs) with distinct biophysical properties. Two novel eACRs, Phobos and Aurora, with blue- and red-shifted action were obtained. Additionally, step-function mutations greatly enhanced the operational light sensitivity and enabled temporally precise toggling between open and closed states using two different light colors. Finally, a natural ACR (nACR) originating from Proteomonas sulcata (PsACR1) was identified and characterized. With a maximum activation at 540 nm it is one of most red-shifted nACRs. Single turnover electrophysiological measurements and spectroscopic investigations revealed an unusual photocycle compared to that of CCRs.

Histidinkinase-Rhodopsine (HKRs) können als besondere Gruppe der Hybrid-Histidinkinasen beschrieben werden, deren N-terminale sensorische Domäne ein mikrobielles Rhodopsin ist. HKR-codierende Sequenzen konnten in den Genomen verschiedener Algen, Pilze und Amoeben gefunden werden doch ihre Aufgaben und Wirkungsweisen sind bisher ungeklärt. Im Rahmen dieser Arbeit wurden die rekombinanten Rhodopsin-Domänen von zwei HKRs mit verschiedenen spektroskopischen Techniken charakterisiert. Sie zeigten mehrere Besonderheiten. Das Rhodopsin-Fragment von Cr-HKR1 aus Chlamydomonas reinhardtii kann durch alternierende kurzwellige und langwellige Belichtung zwischen zwei stabilen Absorptionsformen konvertiert werden: einer Blaulicht-absorbierenden (Rh-Bl) und einer UVA-Licht-absorbierenden Form (Rh-UV). Dies resultiert aus der ungewöhnlichen thermischen Stabilität des Zustandes mit deprotonierter Schiff’scher Base. Das zweite charakterisierte HKR, die Os-HKR-Rhodopsin-Domäne aus der marinen Picoalge Ostreococcus tauri, zeigt eine Dunkelabsorption von 505 nm. Auch Os-HKR ist photochrom und die deprotonierte Spezies kann effizient akkumuliert werden. Diese P400-Absorptionsform ist jedoch nicht völlig stabil sondern es kommt nach Belichtungsende zur langsamen Dunkelzustands-Regeneration. Überraschenderweise konnte die Bindung sowie die transiente Abgabe eines Anions während des Os-HKR-Photozyklus festgestellt werden. Somit beeinflusst nicht nur das Licht, sondern auch das Salz in der Umgebung die Os-HKR-Reaktionen. Aufgrund ihrer photochromen Eigenschaften werden die HKRs als wirksame lichtinduzierte Schalter für die C-terminalen Signaltransduktionsdomänen postuliert. Schwingungsspektroskopische Analysen deckten eine Heterogenität hinsichtlich der im Protein gebundenen Retinal‐Konfiguration sowie die Existenz von zwei parallelen Photozyklen auf. Jeder dieser Photozyklen geht aus einer der beiden Retinal-Isomere hervor. / Histidine kinase rhodopsins (HKRs) can be described as hybrid histidine kinases with a microbial rhodopsin as N-terminal sensory domain. HKR-encoding sequences were found in the genomes of various unicellular organisms such as algae, fungi and amoeba but their mechanistic and physiologic function is unknown. During this work the absorptive properties of the recombinant rhodopsin domains of two HKRs were studied by the usage of different spectroscopic techniques. Both HKRs showed unusual characteristics. The rhodopsin fragment of Cr‐HKR1 from Chlamydomonas reinhardtii can be interconverted between two stable absorbance forms by the alternate application of short‐ and long‐wavelength light: a blue light-absorbing dark form (Rh-Bl) and a UVA light-absorbing form (Rh-UV). This unusual photocycle results from the uncommon thermal stability of the absorbance state with a deprotonated retinal Schiff base. The second studied HKR, the Os‐HKR rhodopsin domain from the marine picoalga Ostreococcus tauri, shows an absorbance maximum at 505 nm in darkness. Likewise Cr‐HKR1 the Os‐HKR is photochromic and the deprotonated form P400 can be efficiently accumulated. But the Os-HKR P400-form is not completely stable. A slow dark state recovery occurs. Surprisingly the dark state absorbance of Os‐HKR was found to be dependent on anion binding in the protein. Furthermore during the photocycle the transient anion release occurs and therefore not only light but also salt impacts the Os-HKR-reactions. Due to their pronounced photochromic properties, the HKRs are postulated to act as effective molecular switches for the C-terminal signal transduction domains in response to the light conditions. Vibrational spectroscopy revealed the heterogeneity with regard to the retinal configuration bound in the HKRs suggesting the existence of two parallel photocycles. Either of these photocycles originates from one of the two retinal isoforms.

Kanalrhodopsine (ChRs) sind lichtaktivierte Ionenkanäle motiler Algen. Heterolog exprimiert erlauben sie es, Ionenflüsse durch Licht zu steuern. Bevorzugt geleitet werden von den meisten ChRs Protonen. Ausprägung und Wirkung lichtaktivierter Protonenflüsse sowie der molekulare Mechanismus protonenselektiver ChRs werden in vorliegender Arbeit untersucht und zur Entwicklung neuer optogenetischer Werkzeuge genutzt. Eine besonders hohe Protonenselektivität zeigten die grün- und rotlicht-aktivierten Kanäle CsChR und Chrimson aus den Algen Chloromonas subdivisa und Chlamydomonas noctigama. Im spektroskopisch detailliert untersuchten CrChR2 aus Chlamydomonas reinhardtii änderte sich die Protonenselektivität nach Anregung mit einem ns-Laserblitz sogar innerhalb eines Aktivierungszyklus und war insbesondere nach Öffnung des Kanals sowie in Folge der Lichtadaptation hoch. Als unentbehrlich für eine effiziente Protonenleitung erwiesen sich in allen drei Kanälen konservierte, titrierbare Reste entlang der Pore, deren individuelle Bedeutung für die Protonenleitung sich je nach Protein wesentlich unterschied. Entsprechend genügte in Chrimson der Austausch einzelner Glutaminsäuren des extrazellulären Halbkanals, dieses in einen grün- oder rotlichtaktivierten Natriumkanal zu transformieren. Aminosäuresubstitutionen der unmittelbaren Retinalumgebung verschoben hingegen das Aktionsmaximum von Chrimson röter als 600 nm und damit röter als in allen bisher beschriebenen ChRs. In Chrimson versperrt hierbei ein zusätzliches äußeres Tor den extrazellulär Halbkanal, während die Retinalbindetasche in Struktur und funktionaler Bedeutung der einzelnen Reste wesentlich jener der Protonenpumpe Bacteriorhodopsin ähnelt. Als Zwei-Komponenten-Optogenetik wurden schließlich protonen-, kationen- und anionenleitende ChRs unterschiedlicher Farbsensitivität fusioniert sowie lichtgetriebene Protonenpumpen mit protonenaktivierten Ionenkanälen kombiniert und neue optogenetische Perspektiven eröffnet. / Channelrhodopsins (ChRs) are light-gated ion channels from green algae. Expressed in host cells they are used to control ion fluxes by light and are widely applied in Neurosciences. Although generally classified as either cation or anion channels, most ChRs preferentially conduct protons. This thesis compares proton conductance of different ChRs, examines the molecular mechanism of proton selective ChRs and explores the usage of light regulated proton fluxes in two-component-optogenetics. Proton selectivity varied strongly among different ChRs and was most pronounced for the green- and red-light activated channels CsChR and Chrimson from the algae Chloromonas subdivisa and Chlamydomonas noctigama, that conducted predominantly protons even at high pH. In CrChR2 from Chlamydomonas reinhardtii proton selectivity also changed during a single activation cycle and was especially high directly after channel opening and later on following light adaptation. In all three channels efficient proton conductance depended on conserved titratable residues along the pore with different contribution of the individual side chains in each protein. The substitution of single glutamic acids in the extracellular half pore converted Chrimson into a green or red-light activated sodium channel. A single point mutation close to the retinal chromophore shifted peak absorption of Chrimson beyond 600 nm - further red than all other cation conducting ChRs. Whereas the retinal binding pocket of Chrimson resembles the proton pump Bacteriorhodpsin, the overall pore structure corresponds to other ChRs, but features an additional outer gate, that occludes the extracellular half pore and is important for both, proton selectivity and red light absorption. Finally different Two-Component-Optogenetic approaches combined proton and anion selective ChRs of distinct colour as well as light-driven proton pumps and proton-activated ion channels with major prospect for future optogenetic applications.